Добавки з дієтичним ω-3 пом’якшують зниження скелетних м’язів, спричинене іммобілізацією

Департамент охорони здоров’я людини та харчових наук, Університет Гвельфа, Онтаріо, Канада

Листування: Здоров’я людини та харчові науки, Університет elвельфа, вул. Гордон 491, elвельф, ON N1G 2W1, Канада. Електронна пошта: [email protected]

Кафедра кінезіології Університету Макмастера, Гамільтон, Онтаріо, Канада

Департамент кінезіології Університету Макмастера, Гамільтон, Онтаріо, Канада

Департамент охорони здоров’я людини та харчових наук, Університет Гвельфа, Онтаріо, Канада

Кафедра кінезіології Університету Макмастера, Гамільтон, Онтаріо, Канада

Департамент охорони здоров'я людини та харчування, Університет Гвельфа, Онтаріо, Канада

АНОТАЦІЯ

СКОРОЧЕННЯ

Показано, що порушення використання скелетних м’язів призводить до швидкого зниження м’язової сили, м’язової маси (1–5) та вмісту мітохондрій (6). Хоча молекулярні механізми, що регулюють атрофію м'язів, залишаються недостатньо чітко визначеними, мітохондрії, як видається, є центральними для цих адаптацій, оскільки короткочасне бездіяльність м'язів призводить до зниження експресії мітохондріального білка (7-9), зниження максимального стимульованого дихання аденозиндифосфату (ADP) (8), підвищена схильність до викидів реактивних форм кисню в мітохондріях (АФК) (10) та посилення маркерів окисного стресу (7, 9, 11–13). І навпаки, підвищений вміст мітохондрій в результаті надмірної експресії γ-коактиватора 1α (PGC ‐ 1α), що активується проліфератором пероксисоми, або надання мітохондріального цільового антиоксиданту (18) послаблює атрофію, зумовлену відсутністю використання. Ці дані вказують на те, що втручання, що покращують окислювальний метаболізм мітохондрій або зменшують окисно-відновний стрес, можуть пом'якшити шкідливі наслідки, пов'язані з порушенням роботи м'язів.

Мітохондрії внутрішньо реагують на різні харчові втручання. Показано, що доповнення ω-3 поліненасиченими жирними кислотами змінює склад ліпідів мітохондріальної мембрани скелетних м'язів та покращує чутливість АДФ до мітохондрій незалежно від змін вмісту мітохондрій (19). Це може бути корисним у контексті припинення атрофії, оскільки переміщення АДФ у матрикс мітохондрій та подальше зв'язування АДФ із синтазою аденозинтрифосфату (АТФ) F0F1 стимулює окисне фосфорилювання (оксфос) та зменшує продукцію АФК (20), сигнал, який, як відомо, активує атрофічні шляхи (18). Більше того, спостереження, що ослаблена чутливість АДФ була пов'язана з окислювально-відновним стресом під час старіння (21), і після споживання дієти з високим вмістом жиру (22) додатково підтверджує думку, що реакція мітохондрій на АДФ необхідна для оптимального клітинного здоров'я.

МАТЕРІАЛИ І МЕТОДИ

Учасники та біопсія скелетних м’язів

Для дослідження було набрано двадцять здорових середньоактивних жінок, які були рандомізовані на контроль ( = 9) або ω ‐ 3 жирних кислот ( = 11) група добавок. Учасники споживали добавки, що містять соняшникову олію (контроль) або ω ‐ 3 (3 г ейкозапентаенової кислоти; і 2 г докозагексаєнової кислоти щодня) протягом 4 тижнів до і протягом 2 тижнів протоколу іммобілізації однієї ніжки. Це дослідження є частиною більш масштабного розслідування, і всі учасники були порівнянні за віком, зростом, масою, складом тіла та статусом активності, як повідомлялося раніше в McGlory та ін. (28).

Підготовка пермеабілізованих м’язових волокон

Пермеабілізовані м’язові волокна відокремлювали під мікроскопом у буфері BIOPS (50 мМ MES, 7,23 мМ K2EGTA, 2,77 мМ CaK2EGTA, 20 мМ імідазолу, 0,5 мМ DTT, 20 мМ таурину, 5,77 мМ АТФ, 15 мМ PCr та 6,56 мМ MgCl2H2O; pH 7.1). Волокна обробляли 30 мкг/мл сапоніну під час прядіння для проникнення сарколеми і промивали MIR05 (0,5 мМ EGTA, 3 мМ MgCl2‐6H2O, 60 мМ лактобіонату калію, 10 мМ KH2PO4, 20 мМ HEPES, 110 мМ сахарози та 1 г/л BSA без жирних кислот; рН 7,1) або буфер Z [(K ‐ MES (105 мМ), KCL (30 мМ), EGTA (1 мМ), KH2P04 (10 мМ), MgCL2‐6H20 (5 мМ), піруват (0,005 мМ), малат (0,002 мМ), BSA (5 мг/мл)] до аналізу дихання або викидів H2O2.

Мітохондріальне дихання в пермеабілізованих м’язових волокнах

Викид H2O2 у прониклих м’язових волокнах

Мітохондріальне викид H2O2 у прониклі м’язові волокна проводили флуорометрично при 37 ° C у присутності буфера Z, блеббістатину (5 мкМ; MilliporeSigma, Burlington, MA, США), супероксиддисмутази (40 U/мл; MilliporeSigma), амплекс червоного кольору (Thermo Fisher) Scientific, Waltham, MA, USA) та пероксидаза хрону (0,5 ОД/мл; MUliporeSigma). Додавання сукцинату (20 мМ) стимулювало викид H2O2 за наявності або відсутності АДФ (100 мкМ). Експерименти проводились у двох примірниках та усереднювались. Всі волокна сушили, і дані коригували на вагу пучка.

Перетравлення клітковини та вестерн-блот

Статистичний аналіз

Початкове порівняння між контролем та добавкою ω ‐ 3 до іммобілізації визначали за незалежними зразками Стьюдента т тест. Результати в контрольних групах або групах із доповненим ω-3 під час іммобілізації аналізували, використовуючи аналізи ANOVA, що повторювались, у межах дієтичного стану з подальшим проведенням Студент-Ньюман-Кілз post hoc тести, де це доречно. Кінетику Майкеліса-Ментена визначали за допомогою програм Prism 7 (GraphPad Software, La Jolla, CA, USA). Статистичну значимість визначали як сім .