Гіпоксія жирових тканин при ожирінні та її вплив на діабетрегуляцію адипоцитокінів

Анотація

CHOP, C/EBP гомологічний білок
eIF2α, фактор ініціювання трансляції еукаріотів 2α
ER, ендоплазматичний ретикулум
GRP78, білок, регульований глюкозою, 78 кД
HIF1, індукований гіпоксією фактор-1
IRE1, білок-1, що потребує інозиту
MMP2, матрична металопротеїназа 2
PAI-1, інгібітор активатора плазміногену типу 1
PPAR, рецептор, активований проліфератором пероксисоми
siРНК, невелика інтерферуюча РНК
UPR, розгорнута білкова реакція
ВАТ, біла жирова тканина
XBP1, білок-1, що зв’язує X-box

Недавні дослідження показали, що жирова тканина є не тільки пасивним резервуаром для накопичення енергії, але також виробляє і секретує різноманітні біоактивні молекули, звані адипоцитокінами, включаючи фактор некрозу пухлини, лептин, резистин та інгібітор активатора плазміногену типу 1 (PAI-1) ( 1–4). Дисрегульоване вироблення адипоцитокінів пов’язане з патофізіологією метаболічних захворювань, пов’язаних з ожирінням (5–9). Ми визначили адипонектин як адипоцитокін у бібліотеці кДНК жирової тканини людини (10). Рівень адипонектину в плазмі низький при ожирінні та цукровому діабеті 2 типу (11,12). Біологічні функції адипонектину включають поліпшення метаболізму глюкози та ліпідів (4) та профілактику запалення та атеросклерозу (13–15). Адипонектин розглядається як зв’язок між ожирінням та порушенням обміну речовин. Однак точні механізми, що відповідають за порушення регуляції адипонектину, до кінця не з'ясовані.

Ожиріння як надлишок жирової тканини пояснюється гіпертрофією та гіперплазією адипоцитів. Адипоцити стають гіпертрофічними під час розвитку ожиріння, і їх розмір збільшується до 140–180 мкм у діаметрі (16). Адипоцити мають обмежену здатність до гіпертрофії; однією з причин цього вважається межа дифузії кисню, який становить не більше 100 мкм (17). Тому не виключено, що гіпертрофічні адипоцити можуть витримувати менше достатнього надходження кисню.

Недавні дослідження повідомили, що стрес ЕР збільшується в печінці та жировій тканині мишей, що страждають ожирінням (23, 24). Різні внутрішньоклітинні та позаклітинні подразники, включаючи дефіцит глюкози або поживних речовин, гіпоксію, вірусну інфекцію та посилений синтез секреторних білків, можуть спровокувати стрес ER (21). Однак тригери, які спричиняють стрес ER при ожирінні, залишаються незрозумілими.

У цьому дослідженні ми наводимо докази наявності гіпоксії в жировій тканині мишей із ожирінням та що така гіпоксія частково зумовлена недостатнім кровопостачанням. Крім того, ми виявили, що вплив адіпоцитів на гіпоксію спричиняє порушення регульованої продукції адипоцитокінів, а індуковане гіпоксією зниження регуляції мРНК адипонектину опосередковується ER-стресозалежними транскрипційними та незалежними механізмами посттранскрипції.

ДИЗАЙН ДИЗАЙН І МЕТОДИ

Усі тварини були придбані у CLEA Japan, їх розміщували в приміщенні з контрольованою температурою (23 ± 1 ° C) та вологістю (45–65%), а також мали вільний доступ до води та чау (Oriental Yeast Co.). Ми використовували мишей-самців для дослідження харчування з високим вмістом жиру, а жінок - для мишей KKAy. Для досліджень ожиріння, спричинених дієтою, самців мишей C57BL/6J випадково розділили на дві групи у віці 8 тижнів. Першу групу годували дієтою з високим вмістом жиру, що містить 30 мас.% Жиру (AIN93G), тоді як другу групу годували звичайною чау, що містила 5,9 мас.% Жиру (CRF-1; Oriental Yeast Co.) протягом 8 тижнів. Звичайних мишей, що годувались чау та з високим вмістом жиру, вбивали у віці 16 тижнів, а самок мишей C57BL/6J та самок мишей KKAy вбивали у віці 10-11 тижнів. Тканини розтинали і заморожували в рідкому азоті. Зразки зберігали при -80 ° C до використання. Для аналізу газів артеріальної крові відбирали зразки крові з лівої сонної артерії та вимірювали аналізатором крові (i-STAT; Fuso Pharmaceutical Industries, Токіо, Японія).

Виявлення гіпоксії.

Для виявлення тканинної гіпоксії використовували набір Hypoxyprobe-1 Plus (Chemicon International, Темекула, Каліфорнія). Мишам вводили 40 мг/кг пімонідазолу внутрішньочеревно за 1 год до того, як їх вбили. Органи негайно видаляли, фіксували у 10% нейтральному забуференному формаліні протягом 24–48 год, а потім переробляли у парафінові блоки. Зрізи готували відповідно до інструкцій, наданих виробником, фарбували гематоксиліном та аналізували стандартним способом.

Кількісна оцінка перфузійної здатності з використанням мікросфер.

Мишей знеболювали шляхом внутрішньочеревної ін'єкції пентобарбіталу, а поліетиленовий катетер розміщували в дузі аорти через ліву сонну артерію. Мікросфери жовтого барвника (діаметром 15,5 мкм, кульки 4 × 10 4; Triton Technology, Сан-Дієго, Каліфорнія) вводили, а потім промивали сольовим розчином. Тканини розчиняли в 4 моль/л КОН і фільтрували за допомогою поліефірних мембранних фільтрів (Triton Technology). Флуоресцентний барвник екстрагували підкисленим ацетатом целозольву, і флуоресценцію вимірювали за допомогою планшетного зчитувача і нормували за вагою кожної тканини.