Сигналізація рецептора інсуліну в POMC, але не AgRP, нейрони контролюють дію інсуліну жирової тканини
Анотація
Вступ
Медіобазальний гіпоталамус (MBH) - це ключова область мозку, яка оцінює доступність енергії шляхом зондування гормонів та поживних речовин для координації енергетичного гомеостазу. У межах MBH нейрони, пов’язані з аготі (AgRP) та про-опіомеланокортин (POMC), відіграють важливу роль у сприйнятті. Активація нейронів AgRP швидко і помітно збільшує споживання їжі (1–3), тоді як абляція нейронів AgRP у дорослих мишей призводить до глибокого голодування та втрати ваги (4–6). Активація нейронів POMC знижує апетит (7,8), тоді як гальмування нейронів POMC скромно збільшує годування (8).
Рецептор інсуліну (ІР) експресується як в нейронах AgRP, так і в POMC. Хоча було показано, що інсулін гіперполяризує та інгібує нейрони AgRP та POMC (9–11), є повідомлення, що інсулін також може активувати нейрони AgRP та POMC (11, 12), можливо, в результаті неоднорідності цих нейронів. Видалення ІР з нейронів AgRP (AgRP IR KO) призводить до легкої печінкової резистентності до інсуліну (9), що визначається як знижена здатність інсуліну пригнічувати вироблення печінкової глюкози (hGP). Однак, незважаючи на печінкову резистентність до інсуліну, швидкість інфузії глюкози (GIR), необхідна для підтримання евглікемії під час гіперінсулінемічних затискачів, не змінювалася у мишей AgRP IR KO, і що важливо, вони також могли підтримувати нормальну толерантність до глюкози (9), вказуючи на те, що порушення дії печінкового інсуліну було помірним. Навпаки, делеція ІР у нейронах POMC (миші POMC IR KO) не змінювала hGP та не погіршувала толерантність до глюкози, коли мишей годували стандартною дієтою чау (9,13).
Сигналізація інсуліну мозку контролює метаболізм білої жирової тканини (WAT), пригнічуючи ліполіз та стимулюючи de novo ліпогенез, дозволяючи WAT зберігати ліпіди (14,15). Здатність WAT швидко переходити з ліполітичного стану під час голодування (що забезпечує вільні жирні кислоти та гліцерин для використання як енергетичні субстрати в таких органах, як м’язи та печінка) до режиму зберігання ліпідів після прийому їжі (що важливо для запобігання ліпотоксичності ) є критично важливим для метаболічного здоров'я та знижується при метаболічному синдромі та діабеті 2 типу (16). Харчування з високим вмістом жиру (HFD) швидко погіршує дію інсуліну мозку, що призводить до порушення придушення hGP та ліполізу жирової тканини і може призвести до стеатозу печінки (17–20). З огляду на важливість функціональності WAT для метаболічного здоров'я, необхідне краще розуміння нейрональних шляхів, які опосередковують дію інсуліну мозку для контролю ліполізу WAT.
Активація меланокортинергічної сигналізації індукує ліполіз WAT через посилений симпатичний відтік (21), вказуючи на те, що нейрони POMC беруть участь у симпатичній регуляції жирової тканини. Роль нейронів AgRP у регуляції метаболізму жирової тканини менш чітко визначена. Метою нашого дослідження було вивчити роль передачі сигналів інсуліну в нейронах AgRP та POMC у регуляції дії печінкового інсуліну та ліполізу жирової тканини.
Дизайн та методи дослідження
Тварини
Гіперінсулінеміко-евглікемічні затискачі
Через 5 днів після імплантації катетера яремної вени (15) мишей досліджували за допомогою гіперінсулінемічно-евглікемічних затискачів. Їжу виймали о 9 ранку, а тварин підключали до катетерів об 11 ранку, коли починали вливання. Для визначення потоків глюкози та гліцерину застосовували грунтовно-безперервні інфузії [U-13 C-6] - d -глюкози (0,6 мкмоль * кг -1 -1 хв -1) та [2 H-5] -гліцерину (4 мкмоль * кг) −1 * хв −1) починали через t = −100 хв, у цей час збирали вихідну плазму, а інфузійні інфузії продовжували до t = 120 хв. Людський інсулін (Novolin; Novo Nordisk, Princeton, NJ) грунтували (72 мО * кг -1-1 хв -1) при t = 0 хв протягом 1 хв, а потім безперервно вводили при 4 мО * кг -1-1 хв -1 2 год. Контроль рівня глюкози в крові проводився кожні 10 хв, і 25% декстрози вводили зі змінною швидкістю для підтримки еуглікемії. Кров (60 мкл) збирали в пробірки ЕДТА кілька разів через хвостики і обробляли для вимірювання інсуліну та ліпідів у плазмі крові. Тварин знеболювали ізофлураном і жертвували в кінці затискачів (22). Жирові тканини та печінку перігонади збирали, швидко заморожували у рідкому азоті та зберігали при -80 ° C до подальшого аналізу
Потоки глюкози та гліцерину
Потоки визначали, як описано раніше (23). Ra гліцерин або глюкоза (мкмоль * кг -1 * хв -1) розраховували за рівнянням Ra = (MPEinf/MPEpl - 1) × R, де MPEinf - дробове ізотопне збагачення введеного D5-гліцерину або [13 C6] глюкоза в масовому процентному надлишку (MPE), MPEpl - збагачення в зразку плазми (15), R - швидкість вливання ізотопу в мкмоль * кг -1 * хв -1 .
Непряма калориметрія
Для оцінки витрат енергії та відношення дихального обміну (RER) мишей поміщали в метаболічні клітини для непрямої калориметрії (TSE Systems, Inc., Chesterfield, MO) на 5 днів. Тварин годували чау-дієтою та водою ad libitum та акліматизували протягом 3 днів. Мишей утримували в газонепроникних клітках зі швидкістю потоку 0,40 л/хв. Обмін газу O2 та CO2 вимірювали із швидкістю відбору проб за клітину 40 с. Фізичну активність визначали одночасно, використовуючи одновимірну систему інфрачервоного променя світла, встановлену на дні клітин.
Тест на толерантність до глюкози
Після 5-годинного голодування тваринам, яким годували HFD, вводили внутрішньочеревно 15% розчин глюкози (0,8 г/кг маси тіла). Глюкозу в крові визначали у зразках хвостових вен за допомогою ручного глюкометра (OneTouch Ultra; LifeScan, Milpitas, CA) при t = 0, 15, 30, 60, 90 та 120 хв.
Тест на толерантність до холоду
Після вимірювання ректальної температури при кімнатній температурі за допомогою маленького зонда для ректального термометра (BAT MO-15; Physitemp, Clifton, NJ), одномісних тварин переселяли в холодну кімнату при 4 ° C, і ректальну температуру вимірювали кожні 30 хв протягом 2 год.