Вплив хронічної травми спинного мозку на масу тіла та склад тіла у щурів, яких годували стандартно
Анотація
втрата ваги після травми є загальним наслідком будь-якої хірургічної процедури або серйозної аварії, включаючи пошкодження спинного мозку. На ранніх стадіях SCI відразу відзначаються зменшення енергетичних витрат, збільшення швидкості катаболізму та великі втрати азоту, які можуть тривати від тижнів до декількох місяців (29, 30, 43). Втрати азоту внаслідок ДЗЗ ускладнюються раптовою і повною атрофією м’язів, що не застосовуються, нижче рівня травми, і ці втрати зберігаються, незважаючи на парентеральне введення. Парентеральні харчові розрахунки при лікуванні гострих ІМС у людей є переважно неадекватними, якщо базуватися на загальновживаному рівнянні Гарріса-Бенедикта (29, 43). Наприклад, ця неадекватність у прийомі добавок призвела до поганого харчового статусу у пацієнтів з параплегією та квадриплегією протягом 2 тижнів спостереження (29).
Взагалі, клінічні звіти вказують на те, що особи, хворих на ІХС, ризикують протягом життя нездатністю підтримувати нейтральний енергетичний баланс (наприклад, посилання 7, 29, 30, 47, 48). Харчовий дефіцит, що призводить до недостатньої маси тіла при ІМС, представляє ряд факторів ризику для людини як у гострій, так і в хронічній фазі травми. Низька маса тіла збільшує ризик розвитку інфекції та подовжує процес відновлення після великих травматичних ушкоджень (13, 14). Крім того, недостатня маса підшкірного жиру збільшує ризик розвитку виразки тиску (1, 45). Виявлення рецидивів виразки тиску, в свою чергу, є супутнім захворюванням, яке викликає прозапальний викид цитокінів, що може посилити кахексичний стан пацієнта (8).
Нашою метою було перевірити пошкодження жирової та нежирної маси та пов'язаний з цим ризик розвитку або надмірної втрати жирової маси (недостатня вага), або пов'язаного з ожирінням метаболічного синдрому через надмірне ожиріння у тварин з хронічним перерізом спинного мозку на рівні Т3. Зокрема, ми проаналізували загальну масу жиру в організмі in vivo за допомогою ЯМР для порівняння з вагами жирових прокладок ex vivo та вагою всього тіла після високої грудної транзакції хребта. Крім того, ми проаналізували добову норму споживання калорій хронічними тваринами з ІМС, базальну глюкозу, толерантність до глюкози, інсулін у плазмі та лептин, а також післязабійні рівні відчеплення білка-1 (UCP1) як маркера для термогенезу в коричневій жировій тканині. Ця остання міра послужила опосередкованою мірою термогенезу в обох групах тварин.
Всі процедури виконувались відповідно до керівних принципів Національного інституту охорони здоров’я та були схвалені Інституційним комітетом з догляду та використання тварин при Біомедичному дослідницькому центрі Пеннінгтона. Самки щурів Вістар ( = 16; Harlan) знаходились у приміщенні з контрольованою температурою протягом 12: 12-годинного циклу світло-темно з необмеженим доступом до їжі та води. Тварин розміщували в парі до операції, яка відбулася у віці 12 тижнів, після чого тварин поселяли поодиноко і спостерігали щодня. Одна група щурів була випадковим чином призначена для отримання трансекції спинного мозку з центром у Т2-Т3 ( = 10), а решта щурів ( = 6), які були обрані для оперативного контролю. Вагу тіла перед операцією реєстрували та тестували, щоб переконатися, що між групами не існує значної різниці у вазі.
Хірургічні процедури та догляд за тваринами.
Хронічний догляд як за підставними, так і за постраждалими тваринами застосовував процедури, описані раніше (6). Післяопераційно тварин утримували в теплому середовищі і отримували підшкірно додаткову рідину (5–10 куб.см лактатний рингер), анальгетики (карпрофен, 5 мг/кг внутрішньовенно; внутрішньовенно Pfizer Animal Health, Lititz, PA) один раз на день протягом 3 днів та антибіотики (Baytril, 2,5 мг/кг) двічі на день протягом 5 днів після операції. Вага тіла та залишкова маса чау реєструвались щоранку для всіх тварин, а експресію сечового міхура та очищення задніх кінцівок проводили щонайменше двічі на день у тварин із трансекційною ІМК до повернення спонтанного порожнечі. Вентральний отвір підставних тварин щодня оглядався без необхідності ручного стискання сечового міхура. Після повернення спонтанного порожнечі у щурів з ІМС всі тварини оглядали лише один раз на день після зважування. За необхідності тваринам вводили додаткові знеболюючі засоби, щоб мінімізувати біль та дискомфорт, а також антибіотики протягом 5 днів після ознак інфекції сечового міхура. Двох щурів, які отримали переріз спинного мозку, вилучили з дослідження після розвитку хронічного дерматиту.
Тестування на толерантність до глюкози та збір крові.
Внутрішньочеревинний тест на толерантність до глюкози (IPGTT) проводили 24-годинним голодуючим тваринам. Кожна тварина ( = 16) отримували внутрішньочеревно 2 г/кг маси тіла 5% розчину глюкози. Зразки крові (0,3 мл) відбирали з хвоста злегка стриманих тварин і аналізували за допомогою комерційного глюкометра (Therasense Freestyle, Abbott Laboratories). Зразки відбирали за 10 хв до ін'єкції глюкози (базовий рівень натощак, FB) та з інтервалом у 15 хвилин протягом 75 хв після ін'єкції. Площа під кривою тесту на толерантність до глюкози була розрахована для ІПГТТ за допомогою трапецієвого методу.
Аналіз інсуліну.
Під час забору крові в FB, через 15, 45 та 75 хв після глюкози, відбирали додаткові 100 мкл проби та зберігали на льоду в 600 мкл мікроцентрифужних пробірках. Коагульовані зразки центрифугували при 4 ° С (5 хв при 2100 g), сироватку крові збирали у свіжі пробірки для мікроцентрифуги, зберігали (−20 ° C), а потім аналізували на концентрацію інсуліну в сироватці в кожен момент часу за допомогою ІФА (набір ELISA для ультрачутливого інсуліну для щурів/мишей, Crystal Chem, Downers Grove, IL).
Аналіз складу тіла in vivo.
Пробуджених неможливих щурів поміщали в утримувальну трубку аналізатора ЯМР Bruker minispec LF90 у часовій області (Bruker Optics, Billerica, MA). Утримуюча трубка була відрегульована так, щоб звести до мінімуму рух тварини, не погіршуючи дихання. Пробірку поміщали з твариною на горизонтально орієнтовану вісь у LF90, а жирову масу, знежирену масу та рідину аналізували у трьох примірниках. Вся тривалість триразового аналізу зайняла 4 хв, після чого щура витягли з утримуючої трубки і повернули в домашню клітку.
Рейтинг локомоторів Basso, Beattie, Bresnahan.
Рухові характеристики оцінювали за допомогою локомоції на відкритому грунті, використовуючи стандартну шкалу рейтингу локомоторів Basso, Beattie, Bresnahan (BBB) (5). Тести вводили через 72 год після операції та з інтервалом один раз на тиждень протягом експерименту.
Посмертний аналіз тканини та ПЛР у реальному часі.
Тварин швидко евтаназували шляхом обезголовлення. Були видалені та зважені міжлопаткова коричнева жирова тканина (IBAT) та двосторонні заочеревинні та статеві жирові прокладки. IBAT негайно поміщали в поліетиленову пробірку для центрифуги, заморожували на сухому льоду, зберігали (-80 ° C), а пізніше аналізували на наявність мРНК UCP1 за допомогою ПЛР у режимі реального часу.
Статистичний аналіз проводили за допомогою SPSS для Windows (SPSS Inc, Chicago, IL). Дані щодо зміни маси тіла між групами та з часом аналізували за допомогою двостороннього дослідження ANOVA. Дані щодо ВВВ аналізували за допомогою одноразового повторного вимірювання ANOVA, після чого проводили пост-хок-тест Тукі. Калорійність, глюкоза в основному натщесерце, інсулін, криві толерантності до глюкози, склад тіла ЯМР, жирова подушечка, коричнева жирова тканина та експресія UCP1 аналізували т-тест. Значимість була встановлена
