Генетика господаря та склад дієти взаємодіють для модуляції мікробіоти кишечника та схильності до

Кафедра виробничого здоров'я тварин, факультет ветеринарної медицини, Університет Калгарі, Калгарі, Альберта, Канада

Департамент тваринницьких та харчових наук, Університет штату Оклахома, Стілвотер, штат Оклахома, США

Дослідницька група шлунково-кишкового тракту, Інститут хронічних захворювань Снайдера, Університет Калгарі, Калгарі, Альберта, Канада

Листування: Кафедра виробничого здоров'я тварин, факультет ветеринарної медицини, Університет Калгарі, HS 1871, 3330 Лікарня Dr. NW, Калгарі, AB T2N 4N1, Канада. Електронна пошта: [email protected]

Департамент тваринницьких та харчових наук, Університет штату Оклахома, Стілвотер, штат Оклахома, США

АНОТАЦІЯ

СКОРОЧЕННЯ

Ми визначили вплив HFD та нормальної дієти чау на споживання їжі, ЕЕ, склад тіла, артеріальний тиск, гормони та ліпіди плазми, мікробіоти кишечника, тканинні маркери термогенезу та параметри гіпертонії в периферичних тканинах щурів SHRSP та порівняли ці показники з такими у щурів WKY. Щоб визначити, чи HFD десенсибілізує щурів SHRSP та WKY до периферичного гормонального сигналу насичення, ми оцінили зміни у споживанні їжі у відповідь на системні ін’єкції агоніста рецептора GLP ‐ 1 exendin ‐ 4. Щоб з'ясувати, чи опосередковуються зміни ЕЕ через симпатичну сигналізацію, вводили пропранолол (β-1 та β-2 -антагоніст адренергічних рецепторів). Щоб оцінити змінені компоненти ЕЕ, ми визначили ЕЕ в умовах відмови від їжі, а також ЕЕ після їжі. Враховуючи те, що м’язи суттєво вносять в ЕЕ всього тіла (47–49) і що коричнева жирова тканина (НДТ) важлива для адаптивного не тремтливого термогенезу (49, 50) у щурів, ми визначили ключові транскрипти термогенезу в м’язах, НДТ та заочеревинно-жирові тканини.

МАТЕРІАЛИ І МЕТОДИ

Тварини, житло та дієти

Протокол догляду за тваринами був затверджений Комітетом з догляду за тваринами Університету Калгарі (Протокол AC12‐0033). Самці щурів SHRSP ( = 14, штам 324; Charles River Laboratories, Монреаль, QC, Канада) та щури WKY ( = 14, штам 008; Charles River Laboratories, Монреаль, QC, Канада) у віці 5 тижнів розміщувались індивідуально в Комплексній лабораторній системі моніторингу тварин (CLAMS; Columbus Instruments, Columbus, OH, USA) та були акліматизовані протягом 1 тижні на дієті чау (5053 PicoLab Дієта на гризунах 20; LabDiet, Сент-Луїс, Міссурі, США). Оскільки щури SHRSP були отримані від щурів SHR, які, в свою чергу, були отримані від щурів WKY (17–19), для порівняння використовували нормотензивних щурів WKY. Температуру (23–24 ° C) та вологість (21–24%) контролювали в приміщеннях для тварин з 12-годинним циклом світло/темрява (світло вимикається о 10:30). Щоденний догляд та утримання тварин проводився між 8:30 і 10:30 ранку, забезпечувались їжею та водою ad libitum протягом усього дослідження.

Вивчати дизайн

Вимірювання енергетичного балансу

Споживання їжі, виробництво тепла та ЕЕ контролювали протягом 22 годин (з 10:30 до 08:30 наступного дня) за допомогою CLAMS, дотримуючись наших опублікованих процедур (31). Витік їжі реєстрували вручну та використовували для корекції щоденного споживання їжі перед проведенням статистичного аналізу. Обсяг споживаного кисню (Vo2, мл/кг маси тіла/год), виробленого вуглекислого газу (Vo2, мл/кг маси тіла/год) та коефіцієнт дихання (RQ), реєстрували непрямою калориметрією (CLAMS; витрата 2 л/хв та інтервал відбору проб pling48 хв). Загальна ЕЕ була розрахована за попередньою публікацією Singh та ін. (60), використовуючи таке рівняння: Vo2 × [3,815 + (1,232 × RQ)]. Оскільки термонейтральна зона для більшості штамів щурів становить 28–30 ° C (61), наші умови утримання та температура клітини CLAMS (25–26 ° C) можуть бути не ідеальними для тестування термогенезу як такі.

Вимірювання маси тіла та складу тіла

Масу тіла реєстрували щотижня за допомогою звичайної ваги. Склад тіла вимірювали щотижня у анестезованих щурів за допомогою аналізатора ЯМР Minispec LF ‐ 110 (Bruker Optics, Milton, ON, Canada). Ефективність приросту розраховували як відношення сукупного споживання енергії (Ккал) до приросту ваги (кг) після 12 тижнів дієтичного втручання.

Внутрішньочеревинний тест на толерантність до глюкози

Для внутрішньочеревного тесту на толерантність до глюкози (IPGTT), після того, як його не годували протягом ночі (~ 16 год), внутрішньочеревно вводили 50% розчин декстрози в дозі 2 г/кг маси тіла через 3 та 8 тижнів після початку дієтичного лікування (31). Концентрацію глюкози в крові визначали з підшкірної вени за допомогою ручного глюкометра (глюкозометр Accu-Chek; Рош, Базель, Швейцарія) через 0, 30, 60 та 120 хв після ін’єкцій декстрози.

Вимірювання артеріального тиску

Вимірювання артеріального тиску реєстрували на 1,3, 5, 7 та 11 тижнів дослідження, використовуючи сфігмоманометр із зворотним манжетом (Coda System; Kent Scientific, Torrington, CT, USA), як ми вже описали раніше (31). Коротко кажучи, щурів акліматизували в утримуючих клітках Боллмана протягом 2 днів (30 хв/день) до вимірювання артеріального тиску між 9:00 ранку та 12:00 ранку. У день вимірювання щурів утримували і хвости попередньо розігрівали до 34 ° C на 10–15 хв. Було проведено щонайменше 5 вимірювань, а середнє значення 3 найбільш стабільних записів артеріального тиску в кожен момент часу було враховано для статистичного аналізу, як повідомляли ми (31) та інші (62).