Вплив різних субстратів на ріст, урожайність та поживний склад двох устриць

Ха Тхі Хоа

1 Департамент тропічного землеробства та міжнародного співробітництва, Національний університет науки і техніки Пінгтунг, Пінгтунг 91201, Тайвань.

Чун-Лі Ван

2 Департамент рослинницької промисловості, Національний університет науки і техніки Пінгтунг, Пінгтунг 91201, Тайвань.

Чонг-Хо Ван

Анотація

Види Pleurotus є багатим джерелом білка, мінеральних речовин (P, Ca, Fe, K та Na) та вітамінів (тіамін, рибофлавін, фолієва кислота та ніацин) [11]. Окрім харчової цінності, було підкреслено їх лікувальну цінність для діабетиків та при терапії раку [12]. Численні види грибів містять широкий спектр метаболітів, таких як протипухлинна, антигенотоксична, антиоксидантна, гіпотензивна, антиагрегуюча, антигіперглікемічна, антимікробна та противірусна дії [13]. Кілька видів гливи дуже важливі в галузі медицини. Pleurotus cystidiosus (PC) є сильним антиоксидантом [14], тоді як Pleurotus ostreatus (PO) також має протипухлинну активність [15].

Великі кількості невикористаних лігноцелюлозних побічних продуктів доступні в тропічних і субтропічних районах. Ці побічні продукти зазвичай залишають гнити в полі або утилізують шляхом спалення [6]. Використання місцево доступних лігноцелюлозних субстратів для вирощування гливи є одним із рішень для перетворення цих неїстівних відходів у прийнятну їстівну біомасу з високими ринковими та поживними цінностями [6]. В даний час в Азії (включаючи Тайвань) основним субстратом, що використовується для промислового вирощування гливи, є SD. Використання великої кількості SD для вирощування грибів спричиняє зменшення лісистих площ, тоді як інформація про потенційне використання інших місцевих ресурсів відсутня [16]. Потенційний дефіцит SD та високий потенціал залишків агровідходів є причинами, через які нам потрібно визначити альтернативи для сталого вирощування гливи. Дослідження було проведено для порівняння впливу різних агровідходів на ріст, урожайність та поживний склад глив PO і PC. Кінцева мета - знайти найкращі формули субстрату для ефективного вирощування гливи PO та PC.

МАТЕРІАЛИ І МЕТОДИ

Грибний матеріал та підготовка до нересту.

Два види гливи PC (штам AG 2041) та PO (штам AG 2042), отримані з Лабораторії фізіології рослин та мікроорганізмів із доданою вартістю (Департамент рослинницької промисловості, Національний університет науки і техніки Pingtung [NPUST], Тайвань), вирощували на картоплі сахарозне агарне середовище (PSA) при 28 ℃ для звичайної субкультури та підтримується на PSA при 4 ℃ максимум 3 місяці. Нерести готували у поліпропіленових пластикових пляшках об’ємом 850 мл, наповнених 600 г акації SD, доповненої 9% рисовими висівками, 1% цукру, 1% карбонату кальцію, 0,03% хлориду амонію, 0,03% сульфату магнію та 0,03% фосфату калію ( у перерахунку на суху вагу) та 60

65% вмісту води, а потім стерилізують при 121 ℃ протягом 5 годин. Після охолодження до кімнатної температури по 10 міцелієвих дисків (діаметр 1 см) кожної гливи були засіяні в кожну пляшку стерилізованого нересту. Нерест інкубували при 28 ℃ до повного заселення субстрату.

Підготовка субстрату та щеплення.

Три лігноцелюлозні субстрати, включаючи цукровий очерет (SB), кукурудзяну качан (CC) та SD (виготовлені з деревини акації), були отримані з округу Пінгтунг, Тайвань. SB і CC сушили, а потім подрібнювали до 0,5

Гранули довжиною 1,5 см і замочують окремо у воді протягом 4 годин. Після зливу надлишкової води з цих матеріалів вони були використані для заміни SD. Для того, щоб визначити придатні субстрати та відповідні співвідношення для вирощування двох глив PO і PC, використовують сім формул субстрату, включаючи SD, CC, SB окремо та в поєднанні 80: 20, 50: 50 співвідношення між SD та CC; SD та SB (на сухій вазі) досліджували. Субстрат 100% SD використовували як контрольну обробку. Після змішування матеріалів із зазначеною пропорцією їх додавали 9% рисових висівок, 1% цукру, 1% карбонату кальцію, 0,03% хлориду амонію, 0,03% сульфату магнію та 0,03% фосфату калію. Вміст води в кінцевій суміші доводили до приблизно 65%. Кожну формулу лігноцелюлозного субстрату після додавання поживної та дистильованої води заповнювали в поліетиленові поліетиленові пакети розміром 10 × 23 см і стерилізували в автоклаві при 121 ℃ протягом 5 годин. Вага кожного мішка становила приблизно 1 кг. Для кожної формули субстрату використовували двадцять чотири мішки для культури. Після охолодження субстратів до кімнатної температури їх інокулювали 2 г нересту на мішок.

Інкубація та збір врожаю.

Інокульовані субстрати зберігали в інкубаційній кімнаті при 28 ℃ та 60 ℃

70% відносної вологості в темних умовах. Після того, як поверхня субстратів була повністю покрита міцелієм, субстрати перенесли в приміщення для посіву, в якому підтримували температуру 24 ℃ і підтримували при відповідній вологості близько 90% або вище. Для всіх формул субстрату з кожного з мішків для культури збирали по три зливи грибного ПК та шість зливів грибного РО, коли згорнуті поля грибних капелюшків починали вирівнюватися. Час від щеплення до першого врожаю та загальний час збирання (від першого до останнього врожаю) спостерігали та реєстрували. При кожному змиві збирали плодові тіла, зважували і вимірювали розмір грибів. Довжину і товщину лопатки, діаметр капелюшка та кількість ефективних плодових тіл на гроно вимірювали під час першого, другого та третього змивів, а також визначали засоби. Наприкінці періоду збору врожаю накопичені дані використовувались для розрахунку загального врожаю та BE. BE - співвідношення маси свіжого плодового тіла (г) на суху масу субстратів (г), виражене у відсотках.

Аналіз субстрату.

Зразки субстрату сушили в сушильній шафі при температурі 40 ℃ до постійної ваги і подрібнювали до порошкоподібних зразків. Вміст загального вуглецю (С) визначали згідно з повідомленням Нельсона та Соммерса [17], а вміст загального азоту (N) проводили на зразку 0,2 г методом Кельдала після 96% розпаду H2SO4 гарячим способом [18]. Потім було розраховано співвідношення C/N кожного субстрату. Електролітну провідність (ЕК) та рН визначали за методами Cavins et al. [19] за допомогою pH-метра (UltraBasic-UB10; Denver Instrument, Нью-Йорк, Нью-Йорк, США) та вимірювача EC (SC-2300, електропровідник; Suntex Instrument Co. Ltd., Нью-Тайбей, Тайвань); 20 г субстрату змішували з 200 мл води (співвідношення 1: 10) для змочування зразка до насичення, струшували протягом 15 хв і залишали на 60 хв і фільтрували перед проведенням вимірювань. Вміст мінеральних елементів (P, K, Ca, Mg, Fe, Mn, Zn та Cu) аналізували за допомогою атомно-емісійної спектрофотометрії ICP за допомогою приладу Varian 725-ES (Varian, Санта-Клара, Каліфорнія, США) після вилучення елементів в 0,1 N розчині кислоти HCl. Ці інструменти були виготовлені HORIBA Jobin Yvon (Лонгжумо, Франція).

Аналіз плодового тіла.

Зразки грибів сушили в сушильній шафі при температурі 40 ℃ до постійної маси для розрахунку вмісту вологи, а потім подрібнювали у зразки енергії для іншого аналізу. Зразки аналізували на поживний склад (жир, вуглеводи, клітковина та зола) за допомогою процедур Асоціації офіційних аналітичних хіміків [20]. Вміст білка (N × 6,25) у зразках оцінювали за макро-методом Кельдаля [18]. Жир визначали екстракцією відомої маси порошкоподібного зразка етиловим ефіром за допомогою апарату Сокслета. Вміст золи вимірювали спалюванням при 600 ± 15 ℃. Загальну кількість вуглеводів розраховували різницею. Енергію розраховували за наступним рівнянням: Енергія (ккал/100 г) = 4 × Білок + 4 × Вуглеводи + 9 × Жир. Вміст мінеральних речовин (P, K, Ca, Mg, Fe, Mn, Zn та Cu) аналізували за допомогою атомно-емісійної спектрофотометрії ICP за допомогою приладу Varian 725-ES після екстракції елементів у кислотному розчині 0,1 N HCl.