Мутантні миші ацетил-КоА карбоксилази 2 захищені від ожиріння та діабету, викликаного

Внесені Саліхом Дж. Вакілем, 17 червня 2003 р

мутантні

Анотація

У тварин, включаючи людей, є дві основні ізоформи карбоксилази ацетил-КоА, ACC1 (Mr ≈ 265 000) та ACC2 (Mr ≈ 280 000), які кодуються окремими генами та мають різний розподіл у тканинах та клітинах (1-4). КДНК, що кодують людські ACC1 та ACC2, клонували та секвенували (1, 2, 5), а передбачені амінокислотні послідовності виявляли високі гомології між двома ізоформами, за винятком зайвих 114 aa, присутніх у N-кінці ACC2. Перші 20 аа цього додаткового пептиду дуже гідрофобні, і вони відповідають за направлення АСС2 до мембрани мітохондрій (6). ACC1, навпаки, не має гідрофобного N-кінцевого пептиду, і було показано, що він знаходиться в цитозолі (6). У печінці та інших ліпогенних тканинах АСС1 сильно експресується, а генерований ним малоніл-КоА є джерелом одиниць С2 для синтезу жирних кислот. У серці, м’язах та печінці малоніл-КоА, що генерується АСС2, є, ймовірно, регулятором човникової системи карнітин/пальмітоїл-КоА, пов’язаної з мембраною мітохондрій (7).

Нещодавно ми представили докази того, що ACC1 локалізований у цитозолі, а ACC2 пов'язаний з мітохондріальною мембраною (7). Крім того, ми показали, що Acc2-нульові мутантні миші, які містять функціональний ACC1, мають високий рівень окислення жирних кислот (8). Ці результати підтверджують думку про те, що клітинний малоніл-КоА є компартменталізованим; малоніл-КоА, синтезований АСС1, використовується для синтезу жирних кислот, тоді як малоніл-КоА, що утворюється АСС2, бере участь у контролі окислення жирних кислот (8). Щоб зрозуміти роль, яку грає ACC2 у ожирінні та цукровому діабеті 2 типу, ми годували мишей-мутантів WT та Acc2 дієтами, що викликають ожиріння. Результати, представлені тут, вказують на те, що, хоча миші WT страждали ожирінням та діабетом, посилене окислення жирних кислот у нуль-мутантних мишей Acc2 зменшувало ожиріння та запобігало появі діабету 2 типу.

Матеріали і методи

Генерація та обслуговування мишей, дефіцитних ACC2. Стратегія, що використовується для генерування Acc2-нульових мишей, була описана та представлена ​​(8). Мутантів і WT-мишей утримували, утримували та утримували протягом 12-годинного циклу світло/темно і мали доступ до нормальної чау (Пурина) або дієти з високим вмістом жиру/вуглеводів (32% калорій походить від жир і 38% - з вуглеводів) або дієта з високим вмістом жирів (45% калорій з жиру) (Bioserv, Frenchtown, NJ). Приріст маси тіла визначали зважуванням мишей щотижня.

i.p. Тест на толерантність до глюкози. Мишам, яких годували дієтою з високим вмістом жиру та вуглеводами протягом 4 місяців, голодували протягом 6-8 год, а глюкозу (1 г/кг маси тіла) вводили внутрішньовенно. Рівні глюкози вимірювали за хвостовими кровотечами глюкометром (Abbott) та/або методом глюкозооксидази (Sigma) через 0, 15, 30, 60 та 120 хв після введення глюкози. Крім того, кетонові тіла (β-гідроксибутират) визначали, як було описано раніше (8). Рівень інсуліну в сироватці крові вимірювали у двох примірниках на 5 мкл сироватки, відібраної з крові, відібраної з хвостової вени, за допомогою набору ELISA для інсуліну щурів (Crystal Chem, Чикаго) відповідно до рекомендацій виробника.

Визначення вмісту жиру в живих мишах. Ядро ЯМР із низькою роздільною здатністю 60 МГц Мініспект-спектрометр, EchoMRI (Bruker Optics, Billerica, MA) або методи рентгенівської абсорбціометрії з подвійною енергією використовувались для кількісного визначення жиру у живих мишей. Мишей, що використовувались для рентгенівської абсорбціометрії, знеболювали та сканували три рази за допомогою периферійного денситометра (місячного PIXImus).