Оцінка in vitro антигельмінтної ефективності деяких видів рослин, що мають протеїнази andor

* Відповідний автор:

Анотація

Види тварин, що зазнали впливу (P = 0,0004), протиглистова ефективність. Подібним чином концентрація впливає на концентрацію (P = 0,0002) протиглистової ефективності. Крім того, взаємодія між видами тварин та концентрацією також впливала (P = 0,0015) на глистогінну ефективність. Види тварин, концентрація та їх взаємодія мають вирішальне значення для збереження послідовної ефективності in vitro відібраних видів рослин. Жодне з цих спостережень не можна пояснити вмістом алкалоїдів, флавоноїдів або таніну.

vitro

Ключові слова

ВСТУП

Лікарські рослини мають давнє історичне застосування у лікуванні/боротьбі з різними захворюваннями людини та домашньої худоби [1]. Застосування тих, хто має антигельмінтну активність, у більшості спільнот по всьому світу є загальним явищем; з більшістю скотарських фермерів, які отримали етноветеринарні знання та ресурси від попередніх поколінь для лікування своїх тварин проти нематод та інших пов’язаних з ними паразитарних інфекцій [2-4]. У Південній Африці багато місцевих фермерів залежать від традиційних засобів лікування себе та своїх тварин [5]. Типовим прикладом є Східна Капська провінція, де сімдесят п’ять відсотків (75%) власників сільських тварин використовують етно ветеринарні лікарські рослини [6].

Розвинені та розвиваються регіони світів висловили відновлений інтерес до цієї галузі в результаті інтенсивного відбору більшості патогенних бактерій та шлунково-кишкових паразитів паразитів худоби [7-11] проти антибіотиків та хімічних протигельмінтних засобів. У глобальному масштабі більшість із цих спільнот недостатньо забезпечені технічними та управлінськими можливостями для запобігання повторному зараженню та оптимізації ефективності цих рослинних засобів.

Фітохімічний контроль шлунково-кишкових нематод представляє важливу область досліджень, враховуючи його історичні та традиційні передумови, та випадкове застосування у більшості спільнот у всьому світі [4]. Вони мають потенціал бути стійкими на додаток до екологічно чистого характеру [12,13]. Засоби рослинного походження також вважаються нестійкими в порівнянні з хімічними та не містять залишків хімічних речовин у продуктах тваринного походження та в навколишньому середовищі [14-16]. Вони також мають менше або взагалі не мають побічних ефектів та протипоказань щодо хімічних протигельмінтних засобів [17]. Крім того, вони мають такі переваги, як низька вартість, доступність та прийнятність, які не є заборонними для їх використання щодо звичайних хімічних антигельмінтних засобів [18]. Отже, вони придатні для органічного вирощування худоби. Автори визнали бідність робіт, що стосуються кількості аналізованих рослин на їх біологічну активність та токсичність, на додаток до інших супутніх досліджень з огляду на наукову глобальну валідацію [5].

Види рослин, що містять протеїнази та інші сполуки, пов’язані з білками/азотом, вносять важливий внесок у управління та боротьбу з паразитами гельмінтів у худобі [19]. П’ять видів рослин; Allium cepa, Ananas comosus, Bidens pilosa, Carica papaya та Ricinus communis, деякі з яких містять протеїнази та інші азотисті сполуки, оцінювались на їх антигельмінтну активність при трьох різних концентраціях in vitro на змішаних личинках нематод L3. Окрім вивчення A. comosus, ці рослини використовувались місцево без особливих доказів для позбавлення тварин від шлунково-кишкових нематод [20]. Тож було б цікаво встановити зв’язок між рослинними метаболітами та антигельмінтною ефективністю. Антигельмінтна ефективність вимірює ступінь, до якої кожен екстракт може вбивати шлунково-кишкові нематоди та личинки, тим самим зменшуючи ймовірність повторного зараження та захворюваності. Метою дослідження було оцінити антигельмінтну ефективність п’яти видів рослин при різній концентрації для овець та кіз.

МАТЕРІАЛИ І МЕТОДИ

Збір та ідентифікація рослин

Видобуток

Фітохімічний скринінг

Алкалоїди визначали наступним методом, на основі якого 5 г розмеленого зразка зважували у склянку об’ємом 250 мл, до якої додавали 200 мл 10% оцтової кислоти в етанолі та накривали для екстракції протягом 4 годин [30]. Розчин фільтрували за допомогою тонкого сита в мензурку, яка має таку ж ємність, як перша, і екстракт концентрували на водяній бані до ¼ початкового об’єму при 100 ° С. По краплях додавали концентрований гідроксид амонію для завершення осадження екстракту і розчину давали відстоятися. Осад збирали і промивали розведеним гідроксидом амонію (об'єм 50:50). Залишок фільтрували з використанням фільтрувального паперу Whatman ® 42, сушили в печі при повільному вогні і зважували.

Визначення таніну проводили за аналізом HCl-бутанолу на проантоціанідин як еквівалент лейкоціанідину та показники поглинання за допомогою спектрофотометра Beckman DU ® 640 при видимій довжині хвилі світла 550 нм [31,32].

Вміст флавоноїдів у кожному подрібненому зразку визначали наступним чином [33]. У 100 мл 80% -ного водного метанолу додавали 10 г DM розмеленого матеріалу в 250 мл стерильних склянках. Вмісту давали постояти протягом 10 годин при кімнатній температурі, одночасно з періодичним струшуванням за допомогою магнітної мешалки над магнітним ротором без нагрівання. Розчин фільтрували індивідуально через фільтрувальний папір Whatman No 42. Фільтрат кожного подрібненого зразка переносили в попередньо зважену конічну колбу на 250 мл і упарювали насухо на водяній бані, встановленій при 80 ° С. Колбам та вмісту флавоноїдів давали охолонути і згодом поміщали в ексикатор на одну годину. Кожну з них зважували і вагу стерилізованої конічної колби віднімали від маси колби та флавоноїду. Флавоноїд (різниця) розраховували як відсоток від початкової маси зразка.