Ранні зміни секреції та дії інсуліну, спричинені дієтою з високим вмістом жиру, пов’язані зі зниженням
Анотація
Як відомо, надмірна вага та ожиріння є одними з основних факторів навколишнього середовища, відповідальних за метаболічний синдром, який може призвести до діабету 2 типу у схильних суб'єктів (7, 33, 34). Серед ранніх подій, що характеризують стани преметаболічного синдрому, часто спостерігається індукована глюкозою надмірна секреція інсуліну, пов'язана з резистентністю до інсуліну (15, 33). Цей період гіперсекреції інсуліну може супроводжуватися подальшим погіршенням секреції інсуліну у відповідь на глюкозу (панкреатична недостатність та встановлення діабету 2 типу; див. Посилання 14 та 15). Ці відхилення можуть бути пов'язані з порушенням метаболізму вільних жирних кислот (ЗЖЖ) (33), що, як відомо, сприяє погіршенню як секреції інсуліну (47), так і дії (13, 46).
З досліджень, проведених на різних моделях тварин, з’ясувалося, що пов’язана з дієтою надмірна вага з високим вмістом жиру (HF) викликає збільшення концентрації тригліцеридів у плазмі крові (TG) (6, 10, 11, 30) та/або ектопічне зберігання TG (5, 10 ), ситуація, яка може спричинити ліпотоксичність як на підшлунковій залозі (3), так і на периферичному рівні (10). З іншого боку, було висловлено припущення, що індукована дієтою дисфункція вегетативної нервової системи також може бути важливим компонентом станів передметаболічного синдрому (розглянуто в посиланнях 23 і 24). Наприклад, Левін (28) показав, що спостерігається знижений обмін норадреналіну (NE) в органах, включаючи мозок, у схильних до ожиріння щурів перед будь-яким збільшенням маси тіла. Крім того, висока поширеність ожиріння та діабету 2 типу в індійському співтоваристві Піма може бути наслідком "ощадливого генотипу", включаючи низьку симпатичну активність (40).
У цьому дослідженні нормальних щурів Wistar піддавали ВЧ-дієті для вивчення його коротко- та довгострокового впливу на секрецію та дію інсуліну. Ми виявили, що HF щури швидко виявляли гіперсекрецію інсуліну у відповідь на резистентність до глюкози та печінки (після 2-денної дієти), а потім непереносимість глюкози (7 днів) та втрата гіперсекреції інсуліну підшлункової залози (2 місяці). Крім того, ми мали на меті перевірити, чи може ВЧ дієта спричинити зміни в діяльності центральної нервової системи (ЦНС), зосередившись лише на самому початку дієти (2-й день), коли з’явилися зміни секреції та дії інсуліну. Дійсно, дисліпідемія часто асоціюється з дисфункцією вегетативної нервової системи (29, 47), і раніше вже було показано, що знижений симпатичний тонус може бути частково відповідальним за гіперсекрецію інсуліну у відповідь на глюкозу (31).
Тварини.
Експериментальний протокол був затверджений інституційним комітетом з догляду та використання тварин в Університеті Парижа 7. Самців щурів Wistar рандомізували у віці 6 тижнів у наступні дві групи: одна група отримувала стандартну лабораторну чау (113; UAR, Epinay sur Orge, Франція ) ad libitum та інша високочастотна дієта на основі сала (231H, UAR) ad libitum (HF щури). Харчова дієта містила 40% жиру (32,5% як сало та 7,5% як кукурудзяна олія) проти 4,5% для дієти чау, а загальні енергетичні показники становили 5100 та 3000 ккал/кг. Щурів поселяли індивідуально в клітках з нержавіючої сталі в приміщенні, що підтримувало температуру 24 ± 3 ° C з включеним освітленням з 7:00 до 19:00; вони мали вільний доступ до води.
Прийом їжі.
Щоденне споживання їжі вимірювали зважуванням гранул та ВЧ-дієтою між 9:00 та 10:00 ранку.
Індукована глюкозою секреція інсуліну.
Секрецію інсуліну у відповідь на глюкозу досліджували щодня після початку дієти протягом першої неділі, потім щотижня протягом решти 7 тижнів. Коротко кажучи, разову дозу глюкози вводили внутрішньочеревно (1 г/кг маси тіла) щурам, позбавленим їжі протягом 4 год. Зразки крові брали з каудальних судин в час 0, 5, 10, 15, 20, 30, і 60 хв після ін’єкції глюкози. Глікемію негайно вимірювали за допомогою аналізатора глюкози (Roche Diagnostics, Meylan, Франція). Потім плазму видаляли і зберігали при -20 ° C до отримання RIA інсуліну.
Щоб оцінити можливу участь змін симпатичної активності в контролі секреції інсуліну після 2-денної дієти, індуковану глюкозою секрецію інсуліну (GIIS) також вивчали у присутності агоніста α2A-адренорецепторів, оксиметазоліну (Sigma Chemical, St. Луї, Міссурі). Інсулінову відповідь тестували в присутності 0,1, 1, 10 та 1000 пмоль оксиметазоліну/кг маси тіла, вводили внутрішньочеревно за 5 хв до навантаження глюкозою. Ми виміряли інсуліногенний індекс від час 0 (навантаження глюкозою) до час 60 хв (кінець тесту). Точки часу становили 0, 5, 10, 15, 20, 30 та 60 хв. Кожна концентрація відповідала іншій групі щурів.
Норма обороту глюкози.
Вимірювання проводили в базальному стані та під час еуглікемічно-гіперинсулінемічних затискачів. Щурів, позбавлених їжі протягом 4 год, знеболювали пентобарбіталом натрієм (50 мг/кг в/в). Для забору крові в праву яремну вену ввели катетер. Інфузії (інсулін, мічена та немічена глюкоза) проводили за допомогою голок метеликів, які вводили в підшкірну вену.
Початкова доза [3- 3 H] глюкози (5 мкКі) вводилася через підшкірну вену через -50 хв з подальшою безперервною інфузією зі швидкістю 0,2 мкКі/хв протягом усього дослідження. Зразки крові відбирали через -15, -10 та 0 хв протягом базального періоду та в час 70, 80, і 90 хв під час стаціонарного евглікемічного затиску для оцінки швидкості утилізації глюкози.
Евглікемічно-гіперінсулінемічні затискачі.
Перед інфузією інсуліну відбирали два набори зразків крові для визначення рівня базальної глюкози в крові, інсуліну в плазмі та нестерифікованих жирних кислот (NEFA). Первинна доза інсуліну (20 мО Actrapid; Novo, Копенгаген, Данія), розчинена в ізотонічному сольовому розчині, вводилася через підшкірну вену з подальшою безперервною інфузією інсуліну (0,4 U · кг −1 · год −1) з постійною швидкістю 20 мкл/хв.
Під час затискачів кожні 5 хв відбирали кров для визначення гликемії та регулювання швидкості неміченої інфузії глюкози для підтримки евглікемії (глікемія від 4,5 до 6 мМ). Еуглікемічний затискач був досягнутий протягом 30–40 хв і підтримувався протягом 40 хв після цього. Стаціонарна питома радіоактивність глюкози та концентрації глюкози та інсуліну в плазмі крові визначали протягом останніх 20 хв затискача.
Аналітичні методи.
Глюкозу в крові визначали за допомогою аналізатора глюкози (Roche Diagnostics). Для аналізу радіоактивності [3- 3 H] глюкози зразки крові депротеїнізували Ba (OH) 2 і ZnSO4, а супернатант випарювали насухо при 50 ° C для видалення води, що тритіювала. Сухий залишок розчиняли в 0,5 мл води, до якої додавали 10 мл розчину Aqualuma плюс сцинтиляційний розчин (Lumac LSC, Гронінген, Нідерланди), і радіоактивність визначали в рідкій сцинтиляційній системі Packard Tri-Carb 460C. Інсулін у плазмі крові визначали за допомогою набору RIA (DiaSorin, Les Ullis, Франція). Концентрації NEFA вимірювали за допомогою ферментативного аналізу (тест NEFA-C; Wako Chemicals).